食源二肽基肽酶IV抑制剂的研究进展食源二肽基肽酶IV抑制剂的研究进展 赵 蕊,姚鑫淼,周 野,管立军,张英蕾,李哲滨,沈卉芳,崔怡娟,卢淑雯* (黑龙江省农业科学院食品加工研究所,黑龙江 哈尔滨 150086) 摘 要:糖尿病是世界上最严重的代谢类疾病之一,二肽基肽酶IV(dipeptidyl peptidase IV,DPP-IV)抑制剂是一种有效治疗II型糖尿病的药物。食源肽是DPP-IV抑制剂的潜在来源,可能有辅助控制血糖水平的作用。本文对食源DPP-IV抑制肽的获得方式、常规研究路线、结构特征和抑制机制进行了综述,并探讨了生物信息学方法(即肽剪切、分子对接、定量构效关系)在DPP-IV抑制肽研究中的应用及其局限性。本文也对食源DPP-IV抑制肽用作功能性食品配料以辅助调节血糖所需要的进一步研究进行了展望。 关键词:二肽基肽酶抑制肽;蛋白水解物;肽剪切;分子对接;定量构效关系 糖尿病是一种危害性很大的代谢类疾病,其特征是由于体内无法分泌胰岛素(I型糖尿病)或出现胰岛素抗性(II型糖尿病)而造成血糖调节异常。据国际糖尿病联合会在2015年估测,世界范围内约有8.8%的成人(20~79 岁)患有糖尿病,预计到2050年,世界人口的10.4%将罹患糖尿病[1]。II型糖尿病是发病率最高的糖尿病类型,约占发病人数的91%[1]。治疗II型糖尿病需要提高体内胰岛素的水平,直接注射胰岛素或通过药剂提高胰岛素的分泌、改善胰岛素敏感性、延缓肠道对碳水化合物的吸收和/或提高对葡萄糖的排除等方式都可以达到有效治疗II型糖尿病的目的[2]。DPP-IV抑制剂是一种胰岛素分泌促进剂,通过抑制DPP-IV对肠促胰岛素胰高血糖素样肽-1和葡萄糖抑制多肽的降解,从而提高餐后胰岛素的水平[3]。然而,人工合成的DPP-IV抑制剂常会引发比较严重的副反应,如头疼、腹泻、尿路感染、上呼吸道感染、荨麻疹等,还会增加肾脏的负担[4]。 有研究报道摄食特定的食物或食物成分与糖尿病发病率之间存在一定的相关性[5-6],膳食可对II型糖尿病的防治起到重要的作用,机制之一就是食物组分具备抑制DPP-IV的能力。食物蛋白经过胃肠道消化、体外酶解或特定的食品加工可释放出肽片段,研究证实某些肽片段具有抑制DPP-IV的功能。与传统的药物相比,由食源蛋白制备的DPP-IV抑制剂的毒性和副作用都很小[7]。膳食组分可能用作功能食品的配料以辅助调节血糖,这一发现在学术界备受关注,食源DPP-IV抑制肽的制备和鉴定成为研究热点。 本综述首先探讨食源DPP-IV抑制肽的获得方式、研究流程、分子描述和抑制机制;然后评定生物信息学方法在DPP-IV抑制肽领域的应用及其局限性;最后,针对DPP-IV抑制肽最终要应用于人体所需要的进一步研究提出展望。 1 DPP-IV抑制肽的获得方式酶解、发酵和特定的食品加工都可以产生DPP-IV抑制肽。尽管有报道称完整的蛋白经消化道消化后可能有DPP-IV抑制肽生成[8],但由于食物组分的复杂性使蛋白在消化过程中不能按照最优方式释放出DPP-IV抑制肽,且消化得到的DPP-IV抑制肽可能在胃肠道条件下不稳定或无法穿越消化道屏障,导致其生物可利用性低[9]。因此,有必要针对性地水解食物蛋白制备DPP-IV抑制肽,以便于其更好地在体内发挥作用。酶解是制备DPP-IV抑制肽的最常用方法,目前大多数DPP-IV抑制肽都是用特定的蛋白酶水解食物蛋白制备而成的[10]。与其他的方法相比,酶解有环保、高效、可控的优势,通过控制酶解的条件,可以使DPP-IV抑制肽的制备达到最优效果。 此外,微生物发酵或特定的食品加工也可以获得DPP-IV抑制肽。发酵制品纳豆具有明显的DPP-IV抑制活性,纳豆中分离到的Lys-Leu有很强的抑制DPP-IV活性的潜能(半抑制浓度(half maximal inhibitory concentration,IC50)值达(41.40±2.68)μg/mL)[11]。某些乳杆菌在生长过程中会分泌出抑制DPP-IV活性的物质,将分泌性上清液经过胰蛋白酶处理后,十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳显示某些蛋白发生降解,其DPP-IV抑制能力也显著增强,说明乳杆菌分泌的DPP-IV抑制组分是肽[12]。西班牙干腌火腿在制作过程中没有使用蛋白酶,但在其水溶性提取物中也检测到DPP-IV抑制活性,IC50值达0.69 mg/mL,这可能是内源蛋白酶作用的结果[13]。 2 DPP-IV抑制肽研究的常规流程有关DPP-IV抑制肽的研究一般按照以下流程进行[9-10]:1)选择合适的蛋白底物和酶;2)对蛋白进行酶解;3)体外活性分析;4)富集/分离;5)DPP-IV抑制肽的鉴定;6)用合成的肽验证其DPP-IV抑制效能;7)阐述其抑制机制;8)细胞及动物实验的验证。 2.1 食物蛋白水解物的制备多种食物都可以作为制备DPP-IV抑制肽的原料来源。乳是研究最为广泛的蛋白质来源,体外研究表明,牛乳酪蛋白、牛乳乳清蛋白、牦牛乳、骆驼乳等经酶解后的水解物具有抑制DPP-IV的活性[1,3,9,15-16]。鱼和哺乳动物皮肤中的明胶富含脯氨酸(Pro),其水解物有DPP-IV抑制活性[17-19]。此外,豆类、藜麦、燕麦、苋菜、麻等植物也是很好的制备DPP-IV抑制肽的蛋白质来源[20-23]。 多种蛋白酶都可用来从膳食蛋白中制备DPP-IV抑制肽,包括动物来源(如胃蛋白酶、胰蛋白酶)、植物来源(如木瓜蛋白酶)及微生物来源的酶(如碱性蛋白酶、中性蛋白酶、风味酶、嗜热菌蛋白酶)。选择蛋白酶时需要考虑到酶的主要活性或文献中关于该酶释放出特定生物活性肽潜能的报道。通常情况下,使用一种蛋白酶即可有效地释放出DPP-IV抑制肽,然而单一种类蛋白酶的水解程度通常比较低。由于肽的生物活性依赖于肽的大小、氨基酸组成,因此水解度与水解物的功能性密切相关[24]。使用双酶解会一定程度上提高水解度,但要避免过度水解导致释放出不具备生物活性的肽[7]。在确定水解底物和蛋白酶后,需要考虑影响酶解的条件(pH值、温度、时间、酶的添加量、蛋白底物的含量等),应用实验设计和响应面法对水解条件进行优化。 2.2 体外评估生物活性体外评估DPP-IV抑制活性的方法主要有两种,一是荧光法,其原理是DPP-IV从多肽的N端裂解释放出有荧光性的X-Pro二肽,利用荧光酶标仪测定加入/不加入样品体系的吸光度(λex=360 nm/λem=460 nm),可以计算出水解物对DPP-IV的抑制程度;另一种方法的原理是DPP-IV水解生色底物Gly-Pro-pNA,在405 nm波长处可以对产物进行定量。同样,通过比较加入受试样品之后体系吸光度的变化,计算出水解物对DPP-IV的抑制程度。DPP-IV抑制肽抑制活性如表1所示。 表1 有体外DPP-IV抑制活性的食源蛋白水解物的IC50
Table 1 Half maximal inhibitory concentration (IC50) of food proteinderived hydrolysates with DPP-IV inhibitory activity 底物 蛋白酶 IC50/(mg/mL) 参考文献大西洋鲑鱼明胶 Alcalase 2.4L、Flavourzyme 0.08 [17]大西洋鲑鱼明胶 Corolase PP 0.08 [17]海军豆 Pepsin、Pancreatin 0.093 [25]大西洋鲑鱼明胶 Promod 144MG 0.12 [17]小麦谷蛋白 Debitrase HYW20 0.24 [26]骆驼乳 Trypsin 0.52 [14]豇豆 Alcalase 0.58 [27]牛乳蛋白 Trypsin 0.66 [28]豌豆 Protamex 0.73 [20]燕麦谷蛋白 Alcalase 0.84 [29]青稞谷蛋白 Alcalase 0.85 [29]大豆 Promod 0.85 [20]藜麦 Papain 0.88 [30]荞麦谷蛋白 Alcalase 0.98 [29]
然而某些实验条件可以影响到体外抑制活性的测定结果,如试剂的浓度——包括酶、底物、水解物的浓度等,都会对实验结果带来影响。此外,试剂的纯度、来源、反应体系pH值以及温度也对结果有影响[10]。因此不同实验条件下测定的DPP-IV抑制活性之间缺少可比性,此外,表征抑制潜能的IC50值也依赖于测定条件。据报道,当反应体系中的血管紧张素转化酶从155 U/L增加至221.15 U/L时,阳性对照物甲巯丙脯酸的表观IC50值从9.10 nmol/L升至39.40 nmol/L,用乳清蛋白水解物进行的实验也得到相似的结果[10]。因此有必要将测定方法进行标准化,以便于不同研究结果之间进行比较。 2.3 生物活性肽的分离蛋白质经酶解后,反应体系中含有大量不同长度、不同序列的肽及游离氨基酸,对水解物进行分离可以减少体系组成的复杂性,便于后续肽的鉴定。依据不同肽在分子质量、疏水性或电荷上的差异,可以对蛋白水解物进行分级分离,比如超滤、高效液相色谱(high performance liquid chromatography,HPLC)等。分级分离的过程可对有效成分进行富集,除去活性低的组分,同时降低复杂体系中由于肽-肽之间疏水/静电相互作用对整体活性的不利影响[10,31]。 2.4 肽的鉴定测定分级分离获得的各个组分的DPP-IV抑制活性,选取抑制活性最高的组分进行肽的鉴定。一般采用前端分离技术与质谱联合的方法,如HPLC-质谱(mass spectrometry,MS)、HPLC-串联质谱(tandem mass spectrometry,MS/MS)、基质辅助激光解吸电离飞行时间(matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight,MALDI-TOF)MS、带有电喷雾电离(electrospray ionization,ESI)的四极杆-飞行时间(quadrupole time-of-flight,QTOF)-MS[9,32]。大多数MS对含5 个氨基酸以上的肽可进行精确鉴定,但对含2~4 个氨基酸的小肽的鉴定却精度不足[10]。要精确测定分离鉴定肽的DPP-IV抑制能力,需要按照肽的氨基酸序列进行人工合成,并利用体外实验评估其生物学特性。表2列举了部分已得到鉴定的肽的DPP-IV抑制潜能。这些DPP-IV抑制肽由2~11 个氨基酸组成,值得注意的是,氨基酸位点较多的肽在通过消化道时有被降解的可能[28]。虽然这些DPP-IV抑制肽的DPP-IV抑制能力明显高于未经富集/纯化的水解物,但相比于化学合成的DPP-IV抑制剂明显要差许多,如西他列汀的IC50值仅为0.000 036 mg/mL(约为88 nmol/L)[16]。 表2 已鉴定的DPP-IV抑制肽序列的抑制潜能
Table 2 Inhibitory potential of identififi ed DPP-IV inhibitory peptides 底物 肽序列 IC50/(μmol/L) 参考文献大豆 WR 20 [33]大豆 WV 37 [33]猪皮 GPGA 41.9 [34]牛乳 LPVPQ 43.8 [35]大豆 WP 44 [33]大豆 WA 48 [33]大豆 NH 49 [33]猪皮 GPAE 49.6 [33]牛乳 IPM 69.5 [35]大豆 VL 74 [33]鹿皮 GPVGXAGPPGK 83.3 [36]大豆 TW 84 [33]骆驼乳 LPVP 87 [15]大豆 IA 88 [33]大豆 WI 89 [33]大豆 LA 91 [33]骆驼乳 MPVQA 93.3 [15]南极磷虾 IPA 110.3 [37]啤酒糟 ILLPGAQDGL 145.5 [38]大西洋鲑鱼 GPAV 245.6 [19]小球藻 VPW 348 [39]小球藻 IPR 376.6 [39]小球藻 IPL 466 [39]
2.5 体内研究肽在人体内的吸收、分布、代谢、分泌等过程可能导致其在人体内的生物利用性及稳定性差,因此生物活性肽的体外分析结果与体内活性之间的相关性存有争论[40]。此外,体外分析中使用的酶浓度可能与体内不符,这对评定肽的生物活性也有影响[39]。因此,在食源肽正式用于人体之前有必要进行体内实验,以验证其在人体内的作用效果。 很多研究都报道了DPP-IV抑制肽在体外实验条件下的抑制效能(IC50),有些研究进一步通过模拟消化来考察DPP-IV抑制肽通过消化道的稳定性[20-22,38]。相比之下,只有少数关乎DPP-IV抑制肽在动物或细胞实验中的效果(表3)。典型的体内实验采用糖尿病模型鼠,即在实验鼠服用受试蛋白水解物以后,进行葡萄糖耐受实验或测定鼠血浆中的DPP-IV活性。研究结果表明,在体外具有DPP-IV抑制活性的食源肽有助于调节血液葡萄糖水平,在某些条件下这些动物中DPP-IV活性更低。然而,有关DPP-IV抑制肽在人体中的作用鲜有相关报道。 北京市委农工委书记、市农委主任孙文锴也表示,通过举办此次活动,增强了首都人民对吉林的了解,丰富了北京的“米袋子 ”“ 菜 篮 子 ”“ 肉 铺 子 ”“ 果 盘子”,促进了北京与吉林的贸易流通合作,实现供需互惠双赢。两地政府部门、农业企业、民间组织的全面交流也将推动两地农业发展再上新台阶。 3 具有体外DPP-IV抑制活性的食源组分的细胞及体内研究
Table 3 Cellular and in vivo studies of food-derived constituents with in vitro DPP-IV inhibitory activity 食物组分 实验方法 主要结果 文献菜豆蛋白用1、10 μg/mL或100 μg/mL菜豆蛋白水解物或其小于1 kDa部分处理大鼠胰岛瘤细胞INS-1E及脂肪细胞3T3-L1提高葡萄糖刺激的胰岛素分泌水平;降低DPP-IV的表达;降低晚期糖基化终产物受体的表达;显著降低活性氧水平(高达70%);抑制成熟脂肪细胞3T3-L1积聚;在胰岛素抗性脂肪细胞中通过Akt调节强化胰岛素信号转导[22]燕麦球蛋白 以蛋白水解物与Caco-2细胞共孵育小于3 kDa的水解物以依赖于浓度的方式抑制Caco-2细胞的DPP-IV及α-葡萄糖苷酶的活性;显著降低DPP-IV的表达[41]小球藻蛋白 测定合成的肽对小鼠血清中DPP-IV的IC50在小鼠血清中测定的合成肽的DPP-IV抑制活性的IC50要强于体外实验结果 [39]大比目鱼(TSGH)及罗非鱼(HSGH)鱼皮凝胶7 周龄雄性Sprague-Dawley鼠,饲喂小于1.5 kDa组分,750 mg/kg,30 d TSGH组血浆DPP-IV活性降低;血浆中胰高血糖素样肽-1(glucagons-like peptide-1,GLP-1)浓度提高;提高血浆胰岛素水平(TSGH效果更显著);口服葡萄糖耐量实验(oral glucose tolerance test,OGTT)期间血糖降低,TSGH效果更显著[18]猪皮明胶8 周龄雄性Sprague-Dawley鼠(n=12),饲喂小于1 kDa组分,300 mg/d,灌胃42 d OGTT期间血糖降低;对血浆胰岛素水平没有影响 [34]玉米醇溶蛋白(ZH)和肉蛋白(MPH)7 周龄雄性Sprague-Dawley鼠(n=6),2 g/kg,回肠灌注ZH有抗糖尿病作用,MPH没有;总GLP-1及活性GLP-1分泌提高;血浆DPP-IV活性降低;胰岛素分泌提高;餐后血糖降低[42]β-乳球蛋白 C57BL/6小鼠(n=10),300 mg/kg灌胃 OGTT期间血糖降低 [43]大西洋鲑鱼皮明胶雄性Sprague-Dawley STZ诱导的糖尿病鼠(n=12)300 mg/d,灌胃5 周活性GLP-1分泌提高约10%;血浆DPP-IV活性降低50%;血浆胰岛素水平提高8 倍;胰岛素/胰高血糖素比率提高;OGTT期间血糖降低[44]酪蛋白酸钠7 周龄雄性Sprague-Dawley鼠,经高脂饮食饲喂、低剂量链脲霉素诱导患糖尿病,饲喂小于1 kDa组分,250 mg/kg或500 mg/kg(n=12)饲喂6 周OGTT期间血糖浓度降低;血浆DPP-IV活性降低;活性GLP-1提高;胰岛素水平提高[45]
3 DPP-IV抑制肽的结构特征及抑制机制针对DPP-IV抑制肽进行的定量结构-活性关系的研究表明,特定的氨基酸序列是决定DPP-IV抑制活性大小的首要因素。而肽的不同生化特性,包括链长、等电点、疏水性、净电荷与其DPP-IV抑制活性相关性不显著[46]。IC50小于100 μmol/L的DPP-IV抑制二肽通常在其N端有Trp/Thr/Met,在C端有Ala/Leu/His。尽管N端位点似乎对二肽抑制DPP-IV能力影响最大,但C端氨基酸对其潜能也有影响,这可能由于两个位点都参与到肽与酶的相互作用[33]。三肽的情况有所不同,在第1、2、3个位点的氨基酸通常分别是Ile/Gln/Leu/Ser/Val、Pro和Gln/Ala/Ile/Leu/Gly/Met/Phe。含有4 个以上氨基酸的肽通常在第1、2、3个氨基酸位置是Leu/Gly/Ile、Pro/Leu/Lys和Ala/Val/Gly/Pro,在C端是Pro/Leu/Arg[1,33,47-48]。DPP-IV抑制肽通常具有高比例的疏水性氨基酸,这些疏水性氨基酸可能会加强与DPP-IV活性位点的相互作用[1]。实际上在DPP-IV的S1亚基有疏水口袋,在肽对DPP-IV抑制上起到关键作用[1]。 体外动力学分析及分子对接模型用来研究肽与DPP-IV之间的相互作用。DPP-IV抑制肽对DPP-IV的抑制方式包括竞争性、非竞争性、反竞争性及混合型,因此,DPP-IV抑制肽可能在酶的活性位点和/或催化中心以外发挥其性能[49]。大多数第一个氨基酸位点是Pro的食源DPP-IV抑制肽是通过竞争性方式作用的。已知DPP-IV优先作用于倒数第二个氨基酸位点是Pro的底物或其他小的不带电荷的氨基酸,如Ser和Ala。DiprotinA是DPP-IV的竞争性抑制剂,但实际上是转换率很低的DPP-IV底物,因而有研究人员推测,第一个氨基酸位点是Pro的食源肽,其可能与DPP-IV底物有相似的结构,表现出竞争性抑制作用。另一方面,大多数N端含有Trp的肽表现出非竞争性或反竞争性抑制作用。Trp-Arg-Xaa三肽文库的计算机模型 表明N端Trp侧链与酶疏水性S2口袋内部的Phe357位点相互作用。相似地,含有Trp的二肽Trp-Val结合到酶活性位点附近的次级位点上。值得注意的是,对特定序列的肽的抑制模式,不同的研究团队给出的结果存在分歧,这可能由于酶动力学分析中实验条件的不同,如底物和酶的类型及数据的分析方法不同,如线性与非线性回归模型[49]。 4 生物信息学在DPP-IV抑制肽研究中的应用以常规的方法研发DPP-IV抑制肽是一个耗时的过程,随着越来越多的蛋白质及生物活性肽的序列已经鉴定,肽组学及蛋白质组的工具不断完善,以计算机为工具的生物信息学被更为广泛地用于评估蛋白质中生物活性肽的释放[7,9,50]。 每个孩子的生命都生而完美,生而尊贵,都渴望散播芬芳出来,这是生命的基调。所以作为一名教师,更应该做孩子生命中的贵人,做指引孩子的领路人。让幽默的谈吐、机智的教育、乐观的性格、认真负责的态度吸引和折服孩子,给他们关爱、尊重和引领,让孩子们的人生之路因为遇到教师而更加灿烂多彩,让爱与责任并行,做学生生命中的贵人是教师终身的追求!没有爱就没有教育,正是因为教师对学生拥有深入骨髓的爱,才能实现教育最终目的——促进学生最优化的发展! 感潮河段沿江引水闸过闸流量自动控制的实现,适应了水利现代化建设的要求,把水利工程管理的普遍原则,本地水利工作的主要特点,以及现代科学办法和科技手段有机结合。通过水闸自动控制功能,大大减轻了运值人员的劳动强度,提高了工作效率,也使人员能及时发现异常情况并采取措施,确保工程效益的充分发挥和安全应用。 细胞周期检测结果(图5)表明,相对于正常对照组,36号化合物25 mg·L-1组细胞G1期比例显著增加(P<0.01),S期和G2期比例均有所下降。推测其可诱导Bcap-37细胞周期阻滞于G1期,抑制DNA合成,从而抑制细胞增殖。 4.1 酶解情况的预测——肽剪切NCBI、UniProt和BIOPEP[7,9]等蛋白质数据库提供了不同蛋白质的氨基酸序列,可以用来分析前体蛋白质的氨基酸组成。在确定好蛋白底物和水解酶以后,利用ExPASy Cutter[7]和BIOPEP[9]等在线平台的肽剪切工具,可以根据蛋白质的氨基酸序列及特异蛋白酶的裂解特异性在理论上预测出释放的肽的组成及出现频率[51],并将预测的结果与文献上报道的序列或专门的生物信息学数据库进行比较。如BIOPEP给出了48 种、总数达3 712 个生物活性肽(2019年1月评估)。许多肽序列可能没有相关活性的报道,但可以利用Peptide Ranker赋予其功能并对肽的生物活性按从0(最不可能)到1(最可能)进行评分[7]。此外,还可以根据数据库或已鉴定DPP-IV抑制肽的序列,计算出DPP-IV抑制肽在特定蛋白质中的存在频率,再结合已知DPP-IV抑制肽的抑制潜能(半最大效应浓度和/或IC50)[10]及蛋白质的氨基酸位点数或分子量,就可以从理论上预测出蛋白质经水解后释放DPP-IV抑制肽的情况[8]。 应用肽剪切工具时需要注意以下几点[7,9]:1)肽剪切工具只考虑到酶的主要酶切位点,然而大多数商品化的酶都是不纯的,在主要活性以外还混有其他酶活性;2)肽剪切工具预测蛋白质水解的一个前提假设就是酶能够以相同的几率断开所有的酶切位点,并最终导致蛋白质完全消化掉,然而实际上,肽键的选择性会受到诸多因素的影响;3)在加工、储存期间仍然可能发生转录后修饰,而这在计算机消化中不会做考虑;4)蛋白的预处理对产生的水解物组成也有影响;5)对于氨基酸序列未知的蛋白质和/或裂解特异性未知的酶无法使用计算机消化工具。 综上,肽剪切工具能够以低廉、有效的方式在理论上进行预测,但其结果必须用实验加以验证。 参与调研并接受过入学教育的295名研究生认为,入学教育的内容和形式是主要需要改变的,分别占总人数的41.36%和28.81%。其次是培训方式(渠道)、培训人员、频率及其它,分别占总数的13.9%、8.14、6.44%和1.36%。说明现在各高校进行的入学教育存在内容陈旧、形式枯燥、频率低、培训人员单一等问题,有待于了解研究生的真实所需、根据研究生需求进行入学教育,这是学校进行有效入学教育的关键。 4.2 计算机虚拟筛选——分子对接分子对接通过研究肽与酶的活性位点之间的特异性相互作用(即氢键、静电和疏水相互作用),预测出肽与受体的结合模式及其亲和力[39,52]。该技术既可以用作对高效能新型生物活性肽进行虚拟筛选的工具,也可以很好地阐述目标肽与酶的相互作用[53]。 与DPP-IV活性位点结合的抑制剂属于竞争性抑制剂。竞争性抑制剂与DPP-IV的结合涉及蛋白质的一些疏水性亚位点。S1亚位点有一个狭长的结构,可与小的疏水性组分结合。S2亚位点比S1大,通过形成盐键与抑制剂相结合,可以容纳更大的组分[54]。有关DPP-IV竞争性抑制肽的相关报道很多,小球藻经酶解产生两种有DPPIV抑制活性的三肽(VPW和IPR),与DPP-IV进行对接的结果表明VPW和IRP通过氢键、范德华力和疏水相互作用与DPP-IV结合,且VPW与DPP-IV的S1口袋能够很好地匹配、相互作用更为牢靠[39]。菜豆经发芽48 h、再用碱性蛋白酶水解1 h产生的一种DPP-IV抑制肽,分子对接表明其与DPP-IV活性位点的S1、S2和S3口袋相互作用,且结合的稳定性要强于已发表的豌豆肽与DPP-IV的结合结果[21]。此外,也有肽与DPP-IV活性位点以外的位点相结合的报道。结合到DPP-IV活性位点以外的分子通过非竞争性、混合型或反竞争性的模式发挥抑制作用[1]。由苋蛋白制备的较大的肽(12 个以上的氨基酸位点)的分子对接研究表明,这些肽通过防止形成DPP-IV二聚体的活性形式起作用[53]。 尽管分子对接为阐述DPP-IV抑制肽的作用机制起到重要作用,但其应用范围也有明显的局限性[9,53]:1)分子对接只适于竞争性抑制剂的分析,因为分子对接的假设之一就是肽结合到酶或受体的活性位点,因此,在酶活性位点以外的地方与酶结合的肽就无法用分子对接的方法进行预测;2)有些肽虽然是酶的竞争性抑制剂,但与酶结合后可以发生降解,因此不适宜使用分子对接;3)分子对接没有考虑到肽的不稳定性,这对于广泛地使用分子对接作为预测工具来说是一个限制。 4.3 结构-功能分析——定量构效关系定量构效关系(quantative structual activity relationship,QSAR)建模就是通过数学模型表征分子的生理活性与其理化或结构参数的定量关系,然后将这些定量关系与分子的相应特性做出关联。近来,QSAR建模也用于DPP-IV抑制肽的研究。一项针对乳源DPP-IV抑制肽的QSAR分析中,研究者将不同实验条件下获得的IC50数据及并非是竞争性的DPP-IV抑制剂纳入到QSAR模型中,然后利用该模型对人体在摄食乳及乳制品后消化道内存在的肽的DPP-IV抑制潜质进行预测[35]。结果表明DPP-IV抑制肽N端氨基酸的疏水性与肽DPP-IV抑制潜能呈正相关,这与早期的结构研究结果一致。尽管这种QSAR模型无法精确预测出DPP-IV抑制肽的IC50,然而用QSAR模型计算出的指数通常能够根据DPP-IV抑制潜能对其分级。这项QSAR研究的目的不是要设计出DPP-IV抑制活性更强的肽,而是证实了QSAR可以作为一种工具预判出人体在摄食某种食物后消化道内存在肽的DPP-IV抑制潜能。验证性研究鉴定出与人体摄食乳制品后消化道内存在的、体外DPP-IV抑制潜能较高的DPP-IV抑制肽,如Leu-Pro-Val-Pro-Gln其DPP-IV的IC50值达到(43.8±8.8)μmol/L[50]。将来把更多数量、更大多样性(长度及氨基酸组成)的肽的数据纳入到模型中,将有助于改进QSAR模型对DPP-IV抑制肽的预测能力[1,50]。 转录因子7类似物2在胃癌中的表达及其与铂类药物耐药性的关系…………………… 付翠群 丁西平 沈国栋 等(1)92 利用Q S A R预测肽的生物活性也存在一些局限性[9]:1)纳入到QSAR模型中的数据可能不是在相同实验条件下获得的,如前所述,实验条件对获得的潜能值有非常大的影响;2)建立QSAR模型时应考虑到肽的作用模式,因为只有在相同作用机制的肽之间才能建立起生物学活性与结构之间的关系;3)在预测值与实验值之间常有较大差异。 相关关系不等于因果关系.A和B之间的相关,只能说明A与B有内在联系,可以意味着A是B的决定条件,也可以意味着B是A的决定条件,还可以意味着第三个变量X既决定A又决定B,或者A与B之间的关系是由人为因素造成的.换句话说,A与B之间存在相关关系并不意味着两者之间就是因果关系. 5 结 语抑制DPP-IV的活性是防治II型糖尿病的有效途径之一,近来的研究发现某些食源蛋白制备的肽具有DPP-IV抑制活性,因此开发有调控血糖之功效的食源肽制品备受关注。迄今为止,在DPP-IV肽的制备、鉴定、抑制模式及功效关系等方面已经有了相当的积累。然而,从科研以及最终要应用于人体的角度来说,还有许多问题有待解决。1)目前对于DPP-IV抑制肽只有定性的鉴定,而没有定量的报道。要保证这些食源肽在体内发挥功效,首先需要保证其达到一定的浓度,因此,有必要进行DPP-IV抑制肽的定量研究。2)有关DPP-IV抑制肽的研究多停留在体外研究的水平,部分做了模拟消化道消化的实验,只有少数涉及到细胞及动物实验,尚无相关的人体实验的报道。下一步的研究方向就是要获得DPP-IV抑制肽在人体内的生物利用度及生物可给性的信息。3)已报道的DPP-IV抑制肽的抑制潜能都要明显低于药品,因此就目前来看,不适宜将DPP-IV抑制肽作为药品的替代品用于糖尿病的治疗。然而对于糖尿病高危人群,DPP-IV抑制肽有防控的潜力。此外,已有报道称DPP-IV抑制肽对抗糖尿病的药物有辅助治疗的作用,有必要在DPP-IV抑制肽与药物的相互作用方面开展更加深入的研究。4)现有研究侧重于制备高潜能的DPP-IV抑制肽,而对其感官性能往往关注不够。DPP-IV抑制肽若要应用于食品,产品的感官性状就必须加以考虑。研究表明,疏水性氨基酸对DPP-IV抑制肽的抑制活性有重要影响,而疏水性氨基酸的暴露常常会导致苦味的产生。针对性地制备出高活性与低苦味并存的DPP-IV抑制肽也是今后的发展方向。 参考文献: [1] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Features of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides from dietary proteins[J].Journal of Food Biochemistry, 2017, 43(1): e12451. DOI:10.1111/jfbc.12451. [2] DEFRONZO R A, TRIPLITT C L, ABDUL-GHANI M, et al. Novel agents for the treatment of type 2 diabetes[J]. Diabetes Spectrum,2014, 27(2): 100-112. DOI:10.2337/diaspect.27.2.100. [3] NONGONIERMA A B, CADAMURO C, GOUIC A L, et al.Dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory properties of a camel whey protein enriched hydrolysate preparation[J]. Food Chemistry,2019, 279(1): 70-79. DOI:10.1016/j.foodchem.2018.11.142. [4] ZHAO J Y, WANG H P, WANG H J, et al. Efficacy and safety of sitagliptin in patients with type 2 diabetes mellitus: a meta-analysis[J].International Journal of Clinic Experiment Medicine, 2016, 9(6):11202-11210. DOI:10.1053/j.ajkd.2012.11.043. [5] LACROIX I M E, LI-CHAN E C Y. Overview of food products and dietary constituents with antidiabetic properties and their putative mechanisms of action: a natural approach to complement pharmacotherapy in the management of diabetes[J]. Molecular Nutrition Food Research, 2014, 58(1): 61-78. DOI:10.1002/mnfr.201300223. [6] LI-CHAN E C Y. Bioactive peptides and protein hydrolysates:research trends and challenges for application as nutraceuticals and functional food ingredients[J]. Current Opinion in Food Science, 2015,1: 28-37. DOI:10.1016/j.cofs.2014.09.005. [7] TU M, CHENG S Z, LU W H, et al. Advancement and prospects of bioinformatics analysis for studying bioactive peptides from food-derived protein: sequence, structure, and functions[J].Trends in Analytical Chemistry, 2018, 105: 7-17. DOI:10.1016/j.trac.2018.04.005. [8] BOUTROU R, GAUDICHON C, DUPONT D, et al. Sequential release of milk protein-derived bioactive peptides in the jejunum in healthy humans[J]. The American Journal of Clinical Nutrition, 2013,97(6): 1314-1323. DOI:10.3945/ajcn.112.055202. [9] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Enhancing bioactive peptide release and identification using targeted enzymatic hydrolysis of milk proteins[J]. Analytical and Bioanalytical Chemistry, 2018,410(15): 3407-3423. DOI:10.1007/s00216-017-0793-9. [10] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Strategies for the discovery and identification of food protein-derived biologically active peptides[J]. Trends in Food Science and Technology, 2017, 69: 289-305. DOI:10.1016/j.tifs.2017.03.003. [11] SATO K, MIYASSAKA S, TSUJI A, et al. Isolation and characterization of peptides with dipeptidyl peptidase IV (DPPIV)inhibitory activity from natto using DPPIV from Aspergillus oryzae[J]. Food Chemistry, 2018, 261: 51-56. DOI:10.1016/j.foodchem.2018.04.029. [12] ZENG Z, LUO J, ZUO F, et al. Screening for potential novel probiotic Lactobacillus strains based on high dipeptidyl peptidase IV and α-glucosidase inhibitory activity[J]. Journal Functional Foods, 2016,20: 486-495. DOI:10.1016/j.jff.2015.11.030. [13] GALLEGO M, ARISTOY M C, TOLDRÁ F. Dipeptidyl peptidase IV inhibitory peptides generated in Spanish dry-cured ham[J]. Meat Science, 2014, 96: 757-761. DOI:10.1016/j.meatsci.2013.09.014. [14] NONGONIERMA A B, PAOLELLA S, MUDGIL P, et al. Dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory properties of camel milk protein hydrolysates generated with trypsin[J]. Journal of Functional Foods,2017, 34: 49-58. DOI:10.1016/j.jff.2017.04.016. [15] NONGONIERMA A B, PAOLELLA S, MUDGIL P, et al.Identification of novel dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides in camel milk protein hydrolysates[J]. Food Chemistry, 2018,244: 340-348. DOI:10.1016/j.foodchem.2017.10.033. [16] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Dipeptidyl peptidase IV inhibitory properties of a whey protein hydrolysate: influence of fractionation, stability to simulated gastrointestinal digestion and fooddrug interaction[J]. International Dairy Journal, 2013, 32(1): 33-39.DOI:10.1016/j.idairyj.2013.03.005. [17] NEVES A C, HARNEDY P A, O'KEEFFE M B, et al. Peptide identification in a salmon gelatin hydrolysate with antihypertensive,dipeptidyl peptidase IV inhibitory and antioxidant activities[J].Food Research International, 2017, 100: 112-120. DOI:10.1016/j.foodres.2017.06.065. [18] WANG T Y, HSIEH C H, HUNG C C, et al. Fish skin gelatin hydrolysates as dipeptidyl peptidase IV inhibitors and glucagonlike peptide-1 stimulators improve glycaemic control in diabetic rats: a comparison between warm- and cold-water fi sh[J]. Journal of Functional Foods, 2015, 19: 330-340. DOI:10.1016/j.jff.2015.09.037. [19] NEVES A C, HARNEDY P A, O’KEEFFE M B, et al. Bioactive peptides from Atlantic salmon (Salmo salar) with angiotensin converting enzyme and dipeptidyl peptidase IV inhibitory, and antioxidant activities[J]. Food Chemistry, 2017, 218: 396-405.DOI:10.1016/j.foodchem.2016.09.053. [20] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Investigation of the potential of hemp, pea, rice and soy protein hydrolysates as a source of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides[J].Food Digestion Research Current Opinion, 2015, 6(1/2/3): 19-29.DOI:10.1007/s13228-015-0039-2. [21] ROCHA T S, HERNANDEZ L M R, MOJICA L, et al. Germination of Phaseolus vulgaris and alcalase hydrolysis of its proteins produced bioactive peptides capable of improving markers related to type-2 diabetes in vitro[J]. Food Research International, 2015, 76: 150-159.DOI:10.1016/j.foodres.2015.04.041. [22] TOLEDO M E O, MEJIA E G, SIVAGURU M, et al. Common bean(Phaseolus vulgaris L.) protein derived peptides increased insulin secretion, inhibited lipid accumulation, increased glucose uptake and reduced the phosphatase and tensin homologue activation in vitro[J].Journal of Functional Foods, 2016, 27: 160-177. DOI:10.1016/j.jff.2016.09.001. [23] VILCACUNDO R, VILLALUENGA C M, LEDESMA B H. Release of dipeptidyl peptidase IV, α-amylase and α-glucosidase inhibitory peptides from quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) during in vitro simulated gastrointestinal digestion[J]. Journal of Functional Foods,2017, 35: 531-539. DOI:10.1016/j.jff.2017.06.024. [24] AGYEI D, ONGKUDON C M, WEI C Y, et al. Bioprocess challenges to the isolation and purification of bioactive peptides[J].Food and Bioproducts Processing, 2016, 98: 244-256. DOI:10.1016/j.fbp.2016.02.003. [25] MOJICA L, CHEN K, DE MEJIA E G. Impact of commercial precooking of common bean (Phaseolus vulgaris) on the generation of peptides, after pepsin-pancreatin hydrolysis, capable to inhibit dipeptidyl peptidase-IV[J]. Journal of Food Science, 2014, 80(1):H188-H198. DOI:10.1111/1750-3841.12726. [26] NONGONIERMA A B, HENNEMANN M, PAOLELLA S, et al.Generation of wheat gluten hydrolysates with dipeptidyl peptidase IV(DPP-IV) inhibitory properties[J]. Food Function, 2017, 8: 2249-2257.DOI:10.1039/C7FO00165G. [27] ROCHA T S, HERNANDEZ L M R, CHANG Y K, et al. Impact of germination and enzymatic hydrolysis of cowpea bean (Vigna unguiculata) on the generation of peptides capable of inhibiting dipeptidyl peptidase IV[J]. Food Research International, 2014, 64:799-809. DOI:10.1016/j.foodres.2014.08.016. [28] NONGONIERMA A B, MAZZOCCHI C, PAOLELLA S, et al.Release of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides from milk protein isolate (MPI) during enzymatic hydrolysis[J].Food Research International, 2017, 94: 79-89. DOI:10.1016/j.foodres.2017.02.004. [29] WANG F, YU G, ZHANG Y, et al. Dipeptidyl peptidase IV inhibitory peptides derived from oat (Avena sativa L.), buckwheat (Fagopyrum esculentum), and highland barley (Hordeum vulgare trifurcatum (L.)Trofim) proteins[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2015,63: 9543-9549. DOI:10.1021/acs.jafc.5b04016. [30] NONGONIERMA A B, MAUX S L, DUBRULLE C, et al. Quinoa(Chenopodium quinoa Willd.) protein hydrolysates with in vitro dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory and antioxidant properties[J]. Journal of Cereal Science, 2015, 65: 112-118.DOI:10.1016/j.jcs.2015.07.004. [31] MERCIER A, GAUTHIER S F, FLISS I. Immunomodulating effects of whey proteins and their enzymatic digests[J]. International Dairy Journal, 2004, 14(3): 175-183. DOI:10.1016/j.idairyj.2003.08.003. [32] DIKMEN C D, YUCETEPE A, GULER F K, et al. Ngiotensin-I-converting enzyme (ACE)-inhibitory peptides from plants[J].Nutrients, 2017, 9(4): 316-334. DOI:10.3390/nu9040316. [33] LAN V T T, ITO K, OHNO M, et al. Analyzing a dipeptide library to identify human dipeptidyl peptidase IV inhibitor[J]. Food Chemistry,2015, 175(15): 66-73. DOI:10.1016/j.foodchem.2014.11.131. [34] HUANG S L, HUNG C C, JAO C L, et al. Porcine skin gelatin hydrolysate as a dipeptidyl peptidase IV inhibitor improves glycemic control in streptozotocin-induced diabetic rats[J]. Journal of Functional Foods, 2014, 11: 235-242. DOI:10.1016/j.jff.2014.09.010. [35] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Structure activity relationship modelling of milk protein-derived peptides with dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory activity[J]. Peptides, 2016, 79: 1-7.DOI:10.1016/j.peptides.2016.03.005. [36] JIN Y, YAN J Z, YU Y, et al. Screening and identification of DPP-IV inhibitory peptides from deer skin hydrolysates by an integrated approach of LC-MS/MS and in silico analysis[J]. Journal of Functional Foods, 2015, 18: 344-357. DOI:10.1016/j.jff.2015.07.015. [37] JI W, ZHANG C, JI H. Purification, identification and molecular mechanism of two dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides from Antarctic krill (Euphausia superba) protein hydrolysate[J]. Journal of Chromatography B, 2017, 1064(1): 56-61.DOI:10.1016/j.jchromb.2017.09.001. [38] CONNOLLY A, KEEFFE M B O, NONGONIERMA A B, et al.Isolation of peptides from a novel brewers spent grain protein isolate with potential to modulate glycaemic response[J]. Food Science Technology, 2016, 52(1): 146-153. DOI:10.1111/ijfs.13260. [39] ZHU Q S, CHEN X J, WU J J, et al. Dipeptidyl peptidase IV inhibitory peptides from Chlorella vulgaris: in silico gastrointestinal hydrolysis and molecular mechanism[J]. European Food Research and Technology, 2017, 243: 1739-1748. DOI:10.1007/s00217-017-2879-1. [40] FOLTZ M, VAN DER PIJL P C, DUCHATEAU G S M J E. Current in vitro testing of bioactive peptides is not valuable[J]. The Journal of Nutrition, 2010, 140(1): 117-118. DOI:10.3945/jn.109.116228. [41] WANG F, ZHANG Y Y, YU T T, et al. Oat globulin peptides regulate antidiabetic drug targets and glucose transporters in Caco-2 cells[J]. Journal of Functional Foods, 2018, 42: 12-20. DOI:10.1016/j.jff.2017.12.061. [42] MOCHIDA T, HIRA T, HARA H. The corn protein, zein hydrolysate,administered into the ileum attenuates hyperglycemia via its dual action on glucagon-like peptide-1 secretion and dipeptidyl peptidase-IV activity in rats[J]. Endocrinology, 2010, 151: 3095-3104.DOI:10.1210/en.2009-1510. [43] UCHIDA M, OHSHIBA Y, MOGAMI O. Novel dipeptidyl peptidase-4-inhibiting peptide derived from β-lactoglobulin[J]. Journal of Pharmacological Sciences, 2011, 117: 63-66. DOI:10.1254/jphs.11089SC. [44] HSIEH C H, WANG T Y, HUNG C C, et al. Improvement of glycemic control in streptozotocin-induced diabetic rats by Atlantic salmon skin gelatin hydrolysates as the dipeptidyl-peptidase IV inhibitor[J]. Food and Function, 2015, 6: 1887-1892. DOI:10.1039/C5FO00124B. [45] HSIEH C H, WANG T Y, HUNG C C, et al. In silico, in vitro and in vivo analyses of dipeptidyl peptidase IV inhibitory activity and antidiabetic effect of a sodium caseinate hydrolysate[J]. Food and Function, 2016, 7(2): 1122-1128. DOI:10.1039/C5FO01324K. [46] LACROIX I M E, LI-CHAN E C Y. Isolation and characterization of peptides with dipeptidyl peptidase-IV inhibitory activity from pepsin-treated bovine whey proteins[J]. Peptides, 2014, 54: 39-48.DOI:10.1016/j.peptides.2014.01.002. [47] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. An in silico model to predict the potential of dietary proteins as sources of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides[J]. Food Chemistry, 2014,165: 489-498. DOI:10.1016/j.foodchem.2014.05.090. [48] TULIPANO G, FAGGI L, NARDONE A, et al. Characterisation of the potential of β-lactoglobulin and α-lactalbumin as sources of bioactive peptides affecting incretin function: in silico and in vitro comparative studies[J]. International Dairy Journal, 2015, 48: 62-72. DOI:10.1016/j.idairyj.2015.01.008. [49] LACROIX I M E, LI-CHAN E C Y. Food-derived dipeptidylpeptidase IV inhibitors as a potential approach for glycemic regulation:current knowledge and future research considerations[J]. Trends in Food Science and Technology, 2016, 54: 1-16. DOI:10.1016/j.tifs.2016.05.008. [50] NONGONIERMA A B, FITZGERALD R J. Learnings from quantitative structure activity relationship (QSAR) studies with respect to food protein-derived bioactive peptides: a review[J]. RSC Advances, 2016, 6: 75400-75413. DOI:10.1039/C6RA12738J. [51] KAISER S, MARTIN M, LUNOW D, et al. Tryptophan-containing dipeptides are bioavailable and inhibit plasma human angiotensinconverting enzyme in vivo[J]. International Dairy Journal, 2016, 52:107-114. DOI:10.1016/j.idairyj.2015.09.004. [52] FERNÁNDEZ-TOMÉ S, MARTÍNEZ-MAQUEDA D, GIRÓN R, et al.Novel peptides derived from αs1-casein with opioid activity and mucin stimulatory effect on HT29-MTX cells[J]. Journal of Functional Foods, 2016, 25: 466-476. DOI:10.1016/j.jff.2016.06.023. [53] NONGONIERMA A B, MOONEY C, SHIELDS D C, et al. Inhibition of dipeptidyl peptidase IV and xanthine oxidase by amino acids and dipeptides[J]. Food Chemistry, 2013, 141(1): 644-653. DOI:10.1016/j.foodchem.2013.02.115. [54] SATTIGERI J A, SETHI S, DAVIS J A, et al. Approaches towards the development of chimeric DPP4/ACE inhibitors for treating metabolic syndrome[J]. Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters, 2017, 27:2313-2318. DOI:10.1016/j.bmcl.2017.04.036.
Recent Advances and Future Prospects of Food-Derived Dipeptidyl Peptidase IV Inhibitors ZHAO Rui, YAO Xinmiao, ZHOU Ye, GUAN Lijun, ZHANG Yinglei, LI Zhebin, SHEN Huifang, CUI Yijuan, LU Shuwen*
(Food Processing Institute, Heilongjiang Academy of Agricultural Sciences, Harbin 150086, China) Abstract: Diabetes is considered as one of the most serious metabolic diseases in the world. Inhibitors of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) have been testified as an effective pharmaceutical approach for the management of type II diabetes.Food-derived peptides have been suggested as promising sources of DPP-IV inhibitors with the potential to help manage glycemic levels. This review summarizes recent progress in the production, conventional research approaches, structural characteristics and modes of action of food-derived DPP-IV inhibitors. The applications of bioinformatics analysis (i.e.,peptide cutter, molecular docking and quantitative structure activity relationship (QSAR)) in the fi eld of DPP-IV inhibitory peptides are reviewed herein and their limitations are outlined. Furthermore, further studies are proposed on the application of food-derived DPP-IV as a functional food ingredient to help manage glycemic levels. Keywords: dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptide; protein hydrolysate; peptide cutter; molecular docking;quantitative structual activity relationship (QSAR)
收稿日期:2019-02-11 基金项目:黑龙江省农业科学院院级科研项目(2018YYYF016);黑龙江省农业科学院引进博士人员科研启动金项目(201507-46) *通信作者简介:卢淑雯(1968—)(ORCID: 0000-0002-7997-2018),女,研究员,博士,研究方向为农产品加工。E-mail: shuwenl@sina.comDOI:10.7506/spkx1002-6630-20190211-044 中图分类号:Q819 文献标志码:A 文章编号:1002-6630(2020)07-0315-07 引文格式:赵蕊, 姚鑫淼, 周野, 等. 食源二肽基肽酶IV抑制剂的研究进展[J]. 食品科学, 2020, 41(7): 315-321. DOI:10.7506/spkx1002-6630-20190211-044. http://www.spkx.net.cnZHAO Rui, YAO Xinmiao, ZHOU Ye, et al. Recent advances and future prospects of food-derived dipeptidyl peptidase IV inhibitors[J]. Food Science, 2020, 41(7): 315-321. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-20190211-044. http://www.spkx.net.cn
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